大鼠心肌细胞比乳鼠心肌难养，用无血清培养基，呈杆状，横纹清楚，在培养基里细胞不搏动。
大鼠心肌细胞分离一般是采用二型胶原酶分离，浓度为1mg/ml（用无钙台氏液配制），同时酶液里加入牛磺酸，BSA。一般采用Langendorff灌流的方法，大鼠开胸后，迅速取出心脏，放入冰的台氏液中，找到主动脉后，挂上Langendorff装置，衡流泵灌入无钙台氏液（37度），开始心脏会搏动几下，这样把心脏中的淤血挤出（此处也有人用有钙台氏液灌流，好让心脏充分搏动，把淤血挤出，不过我们摸索发现只要取心脏到挂上去的时间短，一般搏动几下就能把淤血清楚干净了）。几分钟后，换酶液开始灌流心脏，一般开始时，心脏较软，待消化一段时间后变硬，继续消化后又变软，且心脏发白，这时候就可以停止消化，将心室剪下，放入KB液中，用剪刀剪碎后，用滴管吹打，取上清，继续加入KB液，吹打，直到上清液不浑浊为止，一般吹打3－4次即可。将各次上清合并，吹打过滤后，沉降20分钟左右，弃上清，加入无血清培养基（MEM，不含L－*，并加入肌酸，牛磺酸，BSA，肉毒碱，HEPES），吹打，1000转/分离心半分钟，弃上清，再洗1－2次后，将沉淀加入到6％的BSA中沉降15－20分钟（纯化心肌细胞），然后计数，点板或培养。
此法中如果各步注意无菌操作，zui后先用加倍双抗的培养基培养24h后，再换正常培养基，可适用于条件不是很好的试验室。如果能在板或瓶内加入Laminin处理后，贴壁很好。如果分离出来的心肌细胞，逐级复钙后培养，状态更好。状态此中方法能培养7天以上。
胶原酶对胶原的消化作用强，它仅对细胞间质有消化作用而对细胞没有影响，可使上皮细胞和胶原成分分离而不受损害，相反，*作用时间长会对对细胞产生破坏作用。因此我觉得你的细胞状态不好可能不是胶原酶的原因。我也在养心肌细胞，消过程中也会有你说的蛋清一样的状态，但没有是整个上清都是的情况，可能正如青山兄所说是你的*放得太少了，5只老鼠可以放3ml的*，我听师兄说这种蛋清样的东东含的细胞zui多，所以要剂量把它吸出来，另外我认为吸的时候切勿把组织块吸上来，我试过吸的组织块过多，离心后组织快都还飘在悬液中，一倒就把牵有细胞的组织块一块到走了，到zui后所得的细胞就少很多。
先挤一会再剪，剪心室，大概就是心脏的下半部分。放入另一干净的PBS溶液中，再洗洗。0.1％的*每次消化大概10分钟左右，吹打后，静置1分钟左右，然后吸取上清，加入*继续消化。